Représentation 3D d’une séquence d’images de microscope confocal avec Blender

Publié le 24 août 2015

Introduction

La micro­sco­pie confo­cale permet de visua­li­ser un échantillon sur un plan précis, pra­ti­que­ment sans conta­mi­na­tions visuel­les pro­ve­nant des plans situés en des­sous ou en dessus. Entre autres, cet outil rend pos­si­ble la cons­truc­tion d’une image très nette de l’ensem­ble d’un échantillon en assem­blant une série d’images de plans de pro­fon­deur. L’image résul­tante est beau­coup plus pré­cise que celle obte­nue avec la micro­sco­pie à épifluorescence. Puisque les images sont acqui­ses plan par plan, il est pos­si­ble de réa­li­ser des expé­rien­ces de colo­ca­li­sa­tion lors­que plus d’un fluo­ro­pho­res sont uti­li­sés ou de recons­truire l’échantillon en 3D pour des visua­li­sa­tions plus com­plexes.

Représentation 2D de l’échantillon

La méthode de visua­li­sa­tion la plus simple et la plus cou­ram­ment uti­li­sée est la repré­sen­ta­tion 2D de l’échantillon. Dans l’exem­ple ci-des­sous, une popu­la­tion de cel­lu­les a été mar­quée avec trois fluo­ro­pho­res dif­fé­rents qui se lient à des struc­tu­res dif­fé­ren­tes des cel­lu­les. Le DAPI, en bleu, se lie aux noyaux alors que les deux autres fluo­ro­pho­res (en blanc et en rouge) ciblent deux pro­téi­nes dis­tinc­tes. La repré­sen­ta­tion 2D des dif­fé­ren­tes cou­ches montre la loca­li­sa­tion des trois fluo­ro­pho­res comme si l’on regar­dait les cel­lu­les d’en haut et que celles-ci étaient trans­pa­ren­tes. Le désa­van­tage de cette repré­sen­ta­tion est qu’il impos­si­ble de déter­mi­ner visuel­le­ment si deux signaux colo­ca­li­sent où se situent plutôt sur des plans dif­fé­rents. Par exem­ple, est-ce que le blanc dans la région du noyau se trouve dans le noyau ou par-dessus le noyau ? Il est impor­tant de noter que l’inten­sité de la cou­leur de cette repré­sen­ta­tion est pro­por­tion­nelle au nombre de molé­cu­les fluo­res­cen­tes pré­sen­tes sur l’ensem­ble des plans.

Représentation 3D de l’échantillon

La repré­sen­ta­tion 3D de l’échantillon est plus com­plexe et néces­site l’uti­li­sa­tion de logi­ciels plus com­plexes, sou­vent assez oné­reux. Le logi­ciel d’ani­ma­tion 3D Blender (gra­tuit) permet de faire des rendus volu­mi­ques d’une série d’images et donc de recons­ti­tuer une image 3D d’un échantillon de micro­sco­pie. Puisque le logi­ciel est un outil pro­fes­sion­nel d’ani­ma­tion 3D, il permet de visua­li­ser faci­le­ment l’échantillon sous dif­fé­rents angles et de faire dif­fé­rents types de tex­tu­res, plus ou moins opa­ques, de façon à voir ou non l’inté­rieur des struc­tu­res. Par exem­ple, l’image ci-des­sous montre une vue en pers­pec­tive des noyaux avec une tex­ture rela­ti­ve­ment opaque. Notez qu’ici, il n’y a pas de varia­tion de l’inten­sité de la cou­leur, c’est-à-dire que la cou­leur repré­sente la pré­sence de fluo­res­cence seu­le­ment, contrai­re­ment à la repré­sen­ta­tion 2D.

Évidemment, il est pos­si­ble de com­bi­ner les dif­fé­rents fluo­ro­pho­res pour avoir une image qui cor­res­pond à la repré­sen­ta­tion 2D mon­trée plus haut. L’image sui­vante montre qu’en uti­li­sant une tex­ture opaque, il devient évident que le mar­quage avec le fluo­ro­phore blanc se retrouve sur­tout sur le dessus des noyaux alors que le mar­quage avec le fluo­ro­phore rouge se retrouve plutôt sur les côtés des noyaux.

En regar­dant la vue de côté, on voit davan­tage que le fluo­ro­phore coloré en blanc repose sur les noyaux sans péné­trer à l’inté­rieur de celui-ci.

La figure sui­vante montre dif­fé­ren­tes com­bi­nai­sons de fluo­ro­pho­res et de points de vue

Conclusion

Il peut être inté­res­sant d’illus­trer en 3D des échantillons de micro­sco­pie confo­cale pour avoir une idée claire de la loca­li­sa­tion des dif­fé­rents mar­qua­ges dans l’espace. Blender est un outil pro­fes­sion­nel et gra­tuit qui permet de réa­li­ser ce type de repré­sen­ta­tion, notam­ment avec le rendu volu­mi­que. Évidemment, en pre­nant soin d’ajus­ter les para­mè­tres des tex­tu­res uti­li­sées, il sera pos­si­ble de réa­li­ser des images impres­sion­nan­tes.

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2 Messages

  • Dear Eric,
    I’m a neuroscience researcehr at University of Turin, Italy and I use blender mostly to render 3D reconstruction obtained by segmenting serial hitological sections acquired with the confocal microscope. Yet, as you discuss in this post, blender could be a much more powerful tool for cytological or anatomical studies ! Could you give more details on the procedure that you used to obtain such wonderful reconstructions ? For instance, how do you load the stack in blender ? Is it possible to perform reasonably fast "live" examinations of the sample ?

    Thank you for your help and for your nice work !

    Federico

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    • Hello Federico,

      Thank you for your comment, I am happy to learn that you use Blender in your research.

      At this time, I don’t think it’s possible to use blender for live rendering by using the method I used in this post as it demands a lot of computation.

      The idea for the rendering is to use a box proportional to size of your stack (You can even make a slice in edit mode if you change the size of your box) For the settings, you have to choose "Volume" for the material type. After, for each microscopy channel, you add a new stack as a "voxel data" (image sequence) texture.

      In this post, I rendered the volume with a very dense voxel texture, however you can use easily more traditional "fluorescent texture" with some transparency, depending on what you want to show.

      At first, it’s not easy to find the parameters, but once you figured out how each of them works, you can make great rendering, mostly for fixed image or pre-rendered video sequence. The most important are "density" and "scattering".

      Let me know if you obtain something great with this approach. You can contact me by email too.

      Eric

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